1.- Análisis integral de la respuesta inmunitaria en enfermedades infecciosas respiratorias humanas, en niños y ancianos (estudios ómicos, paneles fenotípico multiparamétrico, nuevos biomarcadores de severidad).

2.- Estudio de los reordenamientos genéticos expresados por las inmunoglobulinas en modelos animales y en el ser humano en patología infecciosa y su utilización en la generación de receptores quiméricos para su posible uso en inmunoterapia.

3.- Estudios del papel de plaquetas y vesículas extracelulares en modelos de infección.

4.- Análisis de poblaciones celulares del sistema inmunitario a lo largo de la vida en órganos diana (pulmón, piel, riñón) en homeostasis, infección e inflamación, en modelos de ratón.

5.- Modelos animales y desarrollo de modelos alternativos (cultivos 2D y organotípicos) de inflamación/infección local en órganos periféricos: pulmón, riñón e intestino.

- Respuesta inmunitaria de la mucosa nasal en la bronquiolitis infantil IP/CoIP: Belén de Andrés/Mª Luisa Gaspar. Organismo financiador: AESI. Duración: 01/01/2023-31/12/2025. Nº de Expediente: PI22CIII/00030.

- MV130 como modelo de vacuna basada en inmunidad entrenada frente a infecciones respiratorias por neumococo y virus respiratorio sincitial. IP: Belén de Andrés. Organismo financiador: Programa de Doctorados Industriales CAM. Duración: 01/12/2023-30/11/2026. Nº de Expediente: IND2023BMD-27071.

- Inducción, diferenciación y modulación de linfocitos b residentes en el pulmón en respuesta a neumococo: NEUBLUNG. IP/CoIP: Belén de Andrés/Mª Luisa Gaspar. Organismo financiador: Agencia Estatal de Investigación. Duración: 01/09/2023-31/08/2026. Nº de Expediente: PID2022-141754OB-I00

1.-I. Bodega-Mayor, P. Gelgado-Wickle, A. Arrabal, E. Alegría‑Carrasco, A. Nicolao‑Gómez, M. Jaén‑Castaño, C. Espadas, A. Dopazo,·E. Vázquez de Luis,· E. Martín‑Gayo, M.L. Gaspar, B. de Andrés, E: Fernández‑Ruiz. 2024. Tyrosine kinase 2 modulates splenic B cells through type I IFN and TLR7 signaling. Cellular and Molecular Life Sciences (Q1, Impact factor 8,19). 81-1, pp.199.  https://doi.org/10.1007/s00018-024-05234-y.

2.-C. García-Caballero, M. Guerrero-Hue, M. Vallejo-Mudarra, A. Palomino Antolin, C. Decouty-Pérez, L. M. Sanchez-Mendoza, J. M. Villalba, J: A. Gonzalez-Reyes, L. Opazo-Rios, C. Vazquez-Carballo, C. Herencia, F. Leiva-Cepas, I. Cortegano, B. de Andrés, J. Egido, J. Egea, J. A. Moreno. 2024.  Nox4 is involved in acute kidney injury associated to intravascular hemolysis.  Free Radic Biol Med. (Q1, Impact factor 7.1). Elsevier. 225, pp.430-440. https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2024.10.283.

3.-M. Isidro-Hernández, A. Casado-García, N. Oak, S. Alemán-Arteaga, B. Ruiz-Corzo, J. Martínez-Cano, A. Mayado, E. G. Sánchez, O. Blanco, M. L. Gaspar, A. Orfao, D. Alonso-López, J. De Las Rivas, S. Riesco, P. Prieto-Matos, Á. González-Murillo, F. J. García Criado, M. B. García Cenador, M. Ramírez-Orellana, B. de Andrés, C. Vicente-Dueñas, C. Cobaleda, K. E. Nichols & I. Sánchez-García. 2023. Immune stress suppresses innate immune signaling in preleukemic precursor B-cells to provoke leukemia in predisposed mice.  Nature Communication (D1, Impact factor 17,7). 14-1, pp.5159.  https://doi.org/10.1038/s41467-023-40961-z.

4.-I. Cortegano, M. Rodríguez, S. Hernángómez, A. Arrabal, C. Garcia-Vao, J. Rodríguez, S. Fernández, J. Díaz, B. de la Rosa, B. Solis, C. Arribas, F. Garrido, A. Zaballos, S: Roa, V. López, M.-L. Gaspar and B. de Andrés. 2022.  Age-dependent nasal immune responses in non-hospitalized bronchiolitis children.  Frontiers in Immunology (Impact factor 8,78; Q1). 13:1011607. https://doi.org/10.3389/fimmu.2022.1011607.

5.-C. Vázquez-Carballo, C. Herencia, M. Guerrero-Hue, C. García-Caballero, S. Rayego-Mateos, JL. Morgado-Pascual, L. Opazo-Rios, C. González-Guerrero, M. Vallejo-Mudarra, I.Cortegano , ML. Gaspar, B. de Andrés, J. Egido, JA. Moreno. Q1. (Categoría Patología). Role of Toll-like receptor 4 in intravascular hemolysis-mediated injury. J Pathol. 2022 Jul 28. doi: 10.1002/path.5995. Online ahead of print. PMID: 35903022. FI: 9.883. https://doi.org/10.1002/path.5995

6.-A. Fernández, E. Quintana, P. Velasco, B. Moreno-Jimenez, B. de Andrés, ML.Gaspar, I. Liste, M. Vilar, H. Mira, E. Cano. Senescent accelerated prone 8 (SAMP8) mice as a model of age dependent neuroinflammation. J Neuroinflammation. 2021 Mar 18;18(1):75. doi: 10.1186/s12974-021-02104-3. PMID: 33736657. Q1. (Categoria Neurociencas). FI: 8.322. https://doi.org/10.1186/s12974-021-02104-3

7.-L. Bernal-Martínez, SM. Gonçalves, B. de Andres, C. Cunha, I. Gonzalez Jimenez, K. Lagrou, E. Mellado, ML. Gaspar, JA. Maertens, A. Carvalho, L. Alcazar-Fuoli. TREM1 regulates antifungal immune responses in invasive pulmonary aspergillosis. Virulence. 2021 Dec;12(1):570-583. doi: 10.1080/21505594.2021.1879471. PMID: 33525982.Q1 (Enfermedades Infecciosas). FI:5.882. https://doi.org/10.1080/21505594.2021.1879471

8.-R. Sánchez-Tarjuelo, I. Cortegano, J. Manosalva, M. Rodríguez, C. Ruíz, M. Alía, MC. Prado, EM. Cano, MJ. Ferrándiz, AG. de la Campa, ML. Gaspar, B. de Andrés. The TLR4-MyD88 Signaling Axis Regulates Lung Monocyte Differentiation Pathways in Response to Streptococcus pneumoniae. Front Immunol. 2020 Sep 16;11:2120. doi: 10.3389/fimmu.2020.02120. eCollection 2020. PMID: 33042124. Q1 (Categoría Inmunología). FI:5.085. https://doi.org/10.3389/fimmu.2020.02120

9.-I. Cortegano, C. Ruiz, N. Serrano, MC. Prado, M. Rodríguez, M. Alía, A. Hidalgo, E. Cano, B. de Andrés and Gaspar, ML. CD45 expression discriminates waves of embryonic megakaryocytes in the mouse. Haematologica (2019):104(6). D1 (Categoría Hematología).FI: 7.560. http://www.haematologica.org/content/early/2018/12/13/haematol.2018.192559

10.-Cortegano, I., Rodriguez, M., Martin, I., M. Prado, Ruiz, C., Hortigüela, R., Alia, M., Vilar, M., Mira, H., Cano, E., de Andrés, B., and Gaspar, ML. Altered Marginal Zone and innate-like B cells in aged SAMP8 mice with defective IgG1 responses. Cell Death and Disease (2017); doi:10.1038/cddis.2017.351. Q1 (Categoría Biología Celular). FI: 5.926.

El grupo de inmunología utiliza una gran variedad de técnicas para desarrollar sus líneas de investigación. Estas incluyen modelos animales de experimentación, en los que mediante microdisección obtenemos muestras de diferentes órganos, y realizamos estudios de funcionalidad in vivo. Estamos desarrollando técnicas alternativas (cultivos 2 y 3 D sobre líneas celulares o tipo organoides) con la intención de reducir la manipulación animal lo máximo posible. En cualquier caso, contamos con los permisos pertinentes de manipulación animal, así como los necesarios para solicitar este tipo de proyectos experimentales y de proyectos con muestras de origen humano. Realizamos técnicas de citometría de flujo analítica de alta resolución (utilizando simultáneamente hasta 20 marcadores previamente seleccionados) que permiten la identificación de subpoblaciones celulares linfomieloides minoritarias, así como el aislamiento con alta pureza de estas (tanto de origen animal como humanas) por citometría preparativa o técnicas inmunomagnéticas. Llevamos a cabo también el análisis, de forma no dirigida, de las subpoblaciones celulares contenidas en muestras totales, mediante secuenciación de RNA de célula única (scRNAseq). Una vez purificadas las células o sobre células totales, realizamos cultivos celulares para determinar su funcionalidad tras ser activadas con diferentes estímulos, incluyendo agonistas de TLRs. Llevamos a cabo también, en muestras biológicas ex vivo o en las de los cultivos, técnicas para identificación de proteínas, como ELISAs y arrays de citometría de flujo (Cytometric bead arrays). Analizamos el contenido de ácidos nucleicos (RNA y DNA) en las muestras, incluyendo su purificación y la identificación de aquellos genes expresados por técnicas de electroforesis, de amplificación génica mediante PCRs específicas, y de secuenciación no dirigida (RNAseq) o específica de genes de inmunoglobulinas para análisis del repertorio de especificidades de estas (VDJ-seq), y de otros identificados previamente. Estas tecnologías ómicas generan gran cantidad de datos, por lo que contamos con experiencia en programas de análisis de los mismos, gracias a la colaboración con otros investigadores.

El laboratorio de Inmunobiología cuenta con un importante número de equipos para la realización de su trabajo. Entre otros, este equipamiento incluye: cabinas de para cultivos celulares (progenitores hematopoyéticos, cultivos primarios) y de productos químicos, lupas de disección, microscopios ópticos convencionales y de fluorescencia, equipo contador de células, termocicladores para PCRs (convencionales y en tiempo real), equipos de electroforesis de ácidos nucleicos, lavadores de placas para ELISAs para detección de inmunoglobulinas.

Además, somos usuarios en gran medida de los equipos de la Unidad de Citometría de Flujo (citómetros de adquisición convencional (Canto, Accuri, Fortessa) y de citometría  espectral (Aurora) y citómetros separadores para la purificación de poblaciones celulares (FACsAria y FACsFusion), detección de arrays de citoquinas (CBA), cuantificación de nanopartículas (Nanosight) y equipo para análisis del metabolismo celular (Seahorse).

Finalmente contamos con otros equipos comunes de la institución como equipos de secuenciación masiva, proteómica y microscopía confocal y el servicio de veterinaria para los modelos animales de experimentación.